海参体壁胶原提取及加工过程组织形态学研究

论文摘要

海参体壁是海参的可食用部位,其蛋白质的含量很高,以胶原蛋白为主。海参加工及贮藏过程中的品质主要取决于胶原蛋白结构的变化,因此本文以大连特产——海刺参的体壁胶原为对象,研究了胶原在不同处理温度下的结构变化。采用胃蛋白酶法提取海参胶原,以胶原得率为指标,确定了最佳酶解条件；采用SDS-PAGE凝胶电泳研究其亚基组成；利用紫外吸收和红外分析测定海参胶原的纯度和空间构型；制备不同加热温度（30℃、40℃、50℃、60℃、70℃、80℃、90℃、100℃、105℃、110℃、115℃、120℃）和加热时间（10min、15min、20min、25min、30min）下的海参样品及水发海参样品的冰冻切片,通过双染法研究弹力纤维、胶原纤维的显微和超微结构变化,以及海参胶原的特性变化。实验结果表明,鲜活海参含水量高达91.34%,胶原蛋白含量约占粗蛋白的70.04%。采用胃蛋白酶促溶法提取海参体壁中胶原的最佳条件为：4℃下加酶量为14%,料液比为1：500,提取时间为72h,此条件下胶原的得率为73.44%。在盐浓度为0.8mol/L时酶促溶性胶原的盐析效果最好。通过胶原的紫外吸收和红外吸收的光谱图可知,此条件下提取的胶原纯度较高,且保持着较完整的三股螺旋构型。SDS-PAGE凝胶电泳发现,海参胶原纤维具有2个不同的亚单位,α1和a2,形成了（a1）2α2三螺旋结构。鲜活与加热海参的组织构造有明显的不同。鲜活海参中胶原纤维束较粗,呈现一定的方向性,胶原纤维束之间的孔隙较大。当加热温度低于60℃时,海参中胶原纤维只发生轻微的收缩,纤维束变细,呈波浪状。超过60℃时,胶原纤维之间的空隙明显减小,70℃时的海参胶原纤维最细。100℃时,海参胶原纤维完全收缩,组织空隙最小。从105℃开始,胶原纤维彻底断裂,形成了较粗的凝集区。在同一温度下,随着加热时间的延长,胶原结构也发生明显变化,并最终断裂成明胶；温度越高,胶原变性所需要的时间越短。海参水发后,在常温下（25℃）难以保存,只能冷藏保存一定时间。随着保存时间的延长,其组织中孔隙不断增大,体内的营养成分不断流失。

论文目录

• 摘要
• Abstract
• 第一章 绪论
• 1.1 胶原的概述
• 1.1.1 胶原的定义
• 1.1.2 胶原的分布
• 1.1.3 胶原的类型及结构
• 1.1.4 胶原的生物学特性
• 1.1.4.1 生物学性能
• 1.1.4.2 胶原的生物降解
• 1.1.5 胶原的生理性能
• 1.1.6 胶原的变性
• 1.1.6.1 胶原变性
• 1.1.6.2 胶原复性
• 1.1.6.3 胶原变性后的产物
• 1.1.7 胶原的提取方法
• 1.1.7.1 酸法
• 1.1.7.2 酶法
• 1.1.7.3 中性盐抽提法
• 1.1.8 胶原的应用
• 1.1.8.1 食品方面的应用
• 1.1.8.2 医疗方面的应用
• 1.3 海参胶原的研究进展
• 1.3.1 海参胶原的类型和结构
• 1.3.2 海参胶原的提取制备
• 1.3.3 海参胶原的加工特性
• 1.4 本论文研究的内容和意义
• 第二章 方法与材料
• 2.1 实验材料
• 2.1.1 实验原料
• 2.1.2 主要仪器
• 2.1.3 主要试剂及溶液配制
• 2.1.3.1 主要试剂
• 2.1.3.2 溶液配制
• 2.2 测定方法
• 2.2.1 水分含量测定
• 2.2.2 灰分含量测定
• 2.2.3 粗蛋白含量测定
• 2.2.4 总糖含量测定
• 2.2.5 胶原蛋白含量的测定
• 2.2.5.1 样品处理
• 2.2.5.2 羟脯氨酸含量测定标准曲线的绘制
• 2.2.5.3 测定
• 2.2.5.4 得率的计算
• 2.3 实验方法
• 2.3.1 海参体壁胶原纤维原料的提取方法
• 2.3.2 胃蛋白酶促溶提取刺参体壁中的胶原
• 2.3.2.1 酶解条件的确定
• 2.3.2.2 胶原提取的正交实验
• 2.3.3 胶原的盐析及精制条件的研究
• 2.3.3.1 盐析条件的研究
• 2.3.3.2 精制条件的研究
• 2.3.4 胶原理化性质的分析测定
• 2.3.4.1 SDS-PAGE电泳分析
• 2.3.4.2 胶原的紫外光谱分析
• 2.3.4.3 胶原的傅立叶变换红外光谱（FTIR）分析
• 2.3.5 海参样品的处理方法
• 2.3.5.1 不同温度处理鲜活海参
• 2.3.5.2 不同时间处理鲜活海参
• 2.3.5.3 海参的水发
• 2.3.6 水发后海参的保存试验
• 2.3.7 海参体壁胶原组织构造的观察方法
• 2.3.7.1 光学显微镜观察
• 2.3.7.2 扫描电镜观察
• 第三章 实验结果与讨论
• 3.1 标准曲线的绘制
• 3.1.1 葡萄糖标准曲线
• 3.1.2 羟脯氨酸标准曲线
• 3.2 海参体壁的基本组成成分
• 3.3 海参体壁酶促溶性胶原酶解条件的优化结果
• 3.3.1 提取溶剂浓度对胶原得率的影响
• 3.3.2 胃蛋白酶用量对胶原得率的影响
• 3.3.3 料液比对胶原得率的影响
• 3.3.4 提取时间对胶原得率的影响
• 3.3.5 酶促溶性胶原的最佳提取条件的确定
• 3.4 最佳盐析条件的确定
• 3.5 胶原的性质鉴定及光谱分析结果
• 3.5.1 SDS-PAGE电泳分析
• 3.5.2 胶原的紫外光谱分析
• 3.5.3 胶原的傅立叶变换红外光谱（FTIR）分析
• 3.6 海参胶原纤维变化的研究结果
• 3.6.1 鲜活海参胶原纤维的形态结构
• 3.6.2 加工过程中海参胶原纤维的变化
• 3.6.2.1 温度对海参胶原纤维变化的影响
• 3.6.2.2 温度对海参胶原纤维超微结构的影响
• 3.6.2.3 时间对海参胶原纤维变化的影响
• 3.6.3 水发后海参的组织构造变化
• 3.6.3.1 加热温度对海参水发后的组织构造变化的影响
• 3.6.3.2 加热时间对海参水发后的组织构造变化的影响
• 3.7 水发海参的保存实验结果
• 3.7.1 水发海参保存过程中的状态变化
• 3.7.2 保存过程中海参的组织构造变化
• 3.8 讨论
• 3.8.1 胶原分离制备实验的分析与讨论
• 3.8.2 不同加热条件下海参胶原的变化分析与讨论
• 3.8.3 海参水发过程及保存过程中胶原变化分析与讨论
• 第四章 结论
• 参考文献
• 致谢