一、牛暴发水疱性口炎（论文文献综述）
陈爽[1]（2021）在《宿主因子IFI44和IFI35对水疱性口炎病毒复制的影响》文中指出水疱性口炎（Vesicular stomatitis,VS）是一种由水疱性口炎病毒（Vesicular stomatitis virus,VSV）感染引起的高度接触性传染病。可感染猪、马、牛等动物和人。VS被我国列为《国家中长期动物疫病防治规划（2012-2020）》中重点防范的13种外来动物疫病之一。虽然VSV感染很少直接导致患畜死亡,但由此引发的动物机体抵抗力下降、继发性感染和群体性传播给畜牧养殖业带来巨大的经济损失。VSV属于弹状病毒科、水疱病毒属成员,其基因组是不分节段的单股负链RNA。VSV主要通过节肢动物作为传播媒介感染家畜和啮齿类动物,也可感染人类。一些家畜如猪、牛等感染VSV后,一般在唇部、舌部、乳头、蹄部等处出现水泡和溃烂等常见症状,因其临床症状与口蹄疫以及猪水疱性口炎极其相似,发病时需仔细鉴别。成人感染VSV后,会导致亚临床或轻度流感样症状如头晕、恶心、肌肉麻痹,幼儿感染VSV后严重时会诱发脑炎。VSV具有广泛的细胞嗜性,可感染多种类型的细胞,并且在侵染后与胞内宿主因子发生广泛而复杂的相互作用。据报道,宿主细胞可以利用多种机制通过其因子对抗入侵的病毒,同时VSV亦可在感染后借助特定宿主因子来抵抗、逃避宿主细胞的免疫应答,从而实现存活与复制增殖。因此,从宿主因子与病毒互作的角度针对此病展开的深入研究,不仅可以有助于揭示VSV致病机理,也可为畜牧养殖业的健康发展提供技术支撑,同时对保障公共卫生安全具有重要意义。干扰素的产生是宿主细胞对抗病毒的入侵有效途径。前期研究发现,干扰素诱导蛋白44（Interferon-induced protein 44,IFI44）是干扰素诱导产生的蛋白产物之一,可由IFN-α、β型干扰素诱导,位于1p31区蛋白编码区。最初,人们发现IFI44可以在感染丙型肝炎病毒（HCV）的细胞中影响微管结构的形成。IFI44是一种胞质蛋白,其包含一个GTP结合域,尽管它与GTPases或G蛋白没有同源性。研究发现,当宿主细胞被甲流病毒（一种ss RNA病毒）侵染后,IFI44可以通过与细胞FK506结合蛋白5（FKBP5）发生相互作用,进而削弱宿主抗病毒应答,促进病毒复制。上述报道首次提出IFI44可以负向调节由病毒诱导的抗病毒应答反应,推测IFI44可能在平衡过度免疫反应和控制IFN反应的程度等方面具有重要意义。因此,本研究旨在通过研究IFI44在巨噬细胞中对VSV复制的影响,探索其在先天免疫细胞抗病毒进程中的作用。通过在肿瘤细胞中对VSV复制的影响,探索其在嗜瘤病毒应用中的潜在作用。干扰素诱导蛋白35（Interferon-induced protein 35,IFI35）是干扰素诱导的另一种蛋白产物,由IFN-β型干扰素诱导。IFI35最初通过筛选IFN-γ刺激He La细胞的c DNA文库中发现,参与调节病毒感染、先天免疫和炎症反应等病理进程。研究表明,在VSV感染He La和HEK293细胞的进程中,IFI35对IFN的抗病毒反应具有负向调控作用,其可抑制视黄酸诱导的基因I（RIG-I）的活性,并削弱其作为RNA传感器在细胞抗病毒反应中的作用,同时抑制IFN的产生,促进VSV复制。IFI35功能性鉴定为调控RIG-I抗病毒信号开辟了新的研究领域,也提出了细胞抗病毒反应负调控机制的重要性。因此,本研究旨在通过研究IFI35在巨噬细胞中对VSV复制的影响,探索其在先天免疫细胞抗病毒进程中的作用。本研究论文通过构建Ifi44基因沉默和过表达载体、包装慢病毒并感染巨噬细胞及肿瘤细胞,分别建立相应Ifi44沉默及过表达细胞系;通过构建Ifi35基因沉默和过表达载体、包装慢病毒并感染巨噬细胞,建立Ifi35沉默及过表达细胞系。VSV感染上述细胞系以及相应的对照组细胞,应用荧光定量PCR以及Western Blot等方法,探究宿主因子IFI44和IFI35对VSV复制增殖的影响。试验结果表明,Ifi44和Ifi35的基因沉默均可抑制VSV的转录及复制,而Ifi44和Ifi35的过表达则促进病毒复制。因此,IFI44和IFI35在VSV侵染细胞后的复制增殖过程中均起到一定的支持作用。本研究不仅为揭示VSV的致病机理提供基础理论依据,也为探索VS的疫病防控提供新的思路。
黄元伟[2]（2020）在《牛水疱性口炎的防控》文中研究表明牛水疱性口炎病由水疱口炎病毒感染引起的,各种品种和日龄的牛都会感染,每年5～9月份发病率最高,感染牛以口、唇、舌头、蹄部、乳房及外阴等部位出现水疱为特征,具有传播快、感染率高、死亡率低、病程短的特点,感染牛大多能自行康复,一般不会造成较大的经济损失;预防本病需加强养殖场的管理,科学对牛群进行消毒;本病没有特效药物能治疗,病牛可采用局部消毒的措施对症治疗。
王敏敏[3]（2020）在《A型塞内卡病毒的分离鉴定及其感染性克隆的构建》文中提出A型塞内卡病毒（Senecavirus A,SVA）是近年来新发现的猪水疱病的病原体,属于小RNA病毒科塞内卡病毒属的唯一成员。病猪表现食欲不振、嗜睡、厌食并伴有跛行及蹄部病变,新生仔猪发生急性死亡。2015年我国广东省首次暴发SVA疫情,此后在我国湖北、黑龙江、河南、福建、广西、山东、四川和广东等省份陆续发生SVA感染病例,给养猪业造成一定的经济损失。然而,关于SVA的病毒学基础和应用研究还不充分,且市面上也没有相应的疫苗和抗病毒药物。鉴于此,本研究首先通过细胞培养的方法分离出5株SVA,并对分离毒株进行了序列测定及病毒增殖特性鉴定等研究。进一步,利用反向遗传学技术构建出SVA GD05/2107株病毒感染性克隆。然后,将外源基因插入到SVA感染性克隆病毒基因组中,拯救出能够表达外源基因的重组SVA,并进行了相关病毒学特性研究。1.A型塞内卡病毒的分离鉴定及序列测定2017-2018年,广东某些猪场的猪只口蹄部出现水疱、嗜睡、跛行和体温升高等临床症状,1-4日龄仔猪出现一定数量的死亡。为了确诊该疾病的病原,本研究从患病猪只中采集了 20份样品,经RT-PCR检测有5份样品为SVA阳性。将阳性病料分别研磨处理后感染ST-R细胞,进行病毒分离。经RT-PCR、1FA及WB分析鉴定,确认本研究分离得到5株SVA毒株,并将其分别命名为GD01/2017、GD03/2017、GD05/2017、GD06/2017、GD-S1/2018。序列分析显示,本研究分离毒株基因组全长约7.2 kb,由5’UTR、3’UTR带有PolyA及编码一个2181 aa多聚蛋白的开放阅读框组成。遗传系统发生树显示,SVA中国分离株主要形成9个分支,其中本研究分离的5个毒株位于Ⅰ、Ⅱ、Ⅶ、Ⅷ、Ⅸ分支上,揭示了 SVA中国分离株的进化多样性。2.GD05/2017株全长感染性克隆的构建及病毒拯救利用反向遗传学技术,构建SVA GD05/2017株病毒感染性克隆。依次利用酶切连接和同源重组方法将病毒全长基因组片段插入到pEGFP-C3载体中,得到该毒株的全长cDNA克隆质粒pC3-SVA-GD05。将pC3-SVA-GD05转染BHK-21细胞,3 d后再取上清接种ST-R细胞,60-72 h后收获病毒液。用RT-PCR、IFA及WB检测,结果表明成功拯救SVA感染性克隆病毒,并将其命名为V-GD05-clone。3.构建表达报告基因的重组SVA为了能够快速且直观地检测病毒在细胞上的生长情况,本研究将3种不同大小的外源基因分别插入SVA感染性克隆病毒基因组中,并成功拯救出能够表达外源基因的感染性克隆病毒V-GD05-iLOV、V-GD05-RFP、V-GD05-Nluc。报告病毒的遗传稳定性分析显示,V-GD05-iLOV能够在细胞上维持最高水平的稳定传代,而V-GD05-RFP、V-GD05-Nluc传至3-5代后,报告基因出现大量的缺失,表明外源基因在病毒基因组中不稳定。IFA及流式细胞术结果显示,V-GD05-iLOV感染细胞能检测到中等强度的荧光信号,V-GD05-RFP感染细胞能检测到高等强度的荧光信号;荧光素酶活性测定显示,V-GD05-Nluc可通过检测荧光素酶活性来定量检测病毒的复制水平。同时,本研究将三种SVA报告病毒感染ST-R ANTXR1 KO细胞系,初步证明了 ANTXR1是SVA入侵猪源细胞的受体,为后续病毒与受体相互作用的研究奠定了良好的基础。
王莹[4]（2020）在《多种猪源性外来病液相芯片检测方法的建立》文中认为猪源性外来病能够通过国际间贸易交流、野生动物携带及昆虫媒介传入我国,一旦传入将会给我国养猪业带来严重的损失,甚至是公共卫生问题。本研究以非洲猪瘟病毒（African swine fever virus,ASFV）、尼帕病毒（Nipahvirus,NiV）、水疱性口 炎病毒（Vesicular stomatitis virus,VSV）、塞尼卡谷病毒（Seneca Valley virus,SW）以及口蹄疫病毒（Foot-and-mouth disease virus,FMDV）5 种猪源性病毒为研究对象,设计特异性扩增引物,利用多重PCR扩增得到带有修饰的扩增产物,然后与微球杂交、孵育,并验证方法的敏感性和特异性,以期构建多种猪源性外来病的液相芯片检测体系。主要研究结果如下:1.多种猪源性外来病单重PCR体系的建立建立的ASFV、NiV、VSV、SW和FMDV的单重PCR检测方法,敏感性结果最低检测量分别为 39.0copies/μ L、4.6copies/μ L、29.9copies/μ L、36.8copies/μ L和20.9copies/μ L;特异性结果为每种病毒的单重PCR检测方法只对目的基因特异性扩增,对其余4种对照病原无扩增。2.多种猪源性外来病多重PCR体系的建立在单重PCR的基础上,对多重PCR退火温度进行优化,确定最佳多重PCR反应条件和检测体系。敏感性结果中ASFV、NiV、VSV、SVV和FMDV扩增单一质粒时最低检测量分别为3.90x102copies/μL、4.60x104copies/μL、2.99x104copies/μL、3.68x102copies/μL、2.09x102copies/μL;扩增混合模板时 ASFV最低检测量为 3.90x103copies/μL、SVV 最低检测量为 3.68x104copies/μL、FMDV最低检测量为2.09x103copies/μL,NiV和VSV在凝胶电泳图上不易区分先不做分析。特异性实验结果表明建立的多重PCR检测方法只扩增特异性目的条带。3.多种猪源性外来病液相芯片检测方法的建立将多重PCR扩增产物与微球杂交,再与链霉亲和素藻红蛋白孵育,孵育后利用Luminex 200液相芯片仪检测荧光中位值。对杂交时间、杂交温度进行优化确定最佳杂交条件。所有阳性判定结果的MFI值均≥3倍阴性对照,且阴性对照≤300。ASFV、NiV、VSV、SVV和FMDV的敏感性实验结果中单一质粒液相芯片检测最低检测量分别为 39.0copies/μL、4.60x1 04copies/μL、2.99x103copies/μL、36.8copies/μL和2.09x102copies/μL;混合质粒液相芯片检测最低检测量分别为3.90x102copies/μL、4.60x104copies/μL、2.99x105copies/μL、3.68x103copies/μL 和2.09x102copies/μL。液相芯片检测方法只对研究的五种病毒特异性反应,与其余对照病毒无交叉反应。同批次3组重复实验的变异系数均小于0.2%。本实验成功建立了 ASFV、NiV、VSV、SVV和FMDV五种病毒的液相芯片检测方法,为猪源性病毒病的快速、高通量检测提供技术支持,也为其他病原体液相芯片检测方法的建立提供思路。
孟霞,Guilherme Preis[5]（2019）在《掌握塞内卡病毒A的流行病学》文中研究说明进一步了解塞内卡病毒A的传播和发病规律能够揭示它的流行病学特征,这有助于猪场制定预防和控制猪感染塞内卡病毒A的措施。
唐彩琰,张配配,Raquel A.Leme,Alice F.Alfieri,Amauri A.Alfieri[6]（2019）在《猪塞内卡病毒感染的最新研究进展》文中研究指明A型塞内卡病毒（SenecavirusA,SVA）是一种正义单链RNA病毒,属于小核糖核酸病毒科（Picornaviridae）塞内卡病毒属（Senecavirus）。该病毒自1988年以来在美国的猪群中悄然流行。加拿大和美国分别于2007年和2012年报告了该病毒相关的水疱性病例。自2014年年末和2015年年初以来,有关不同生产阶段的猪群暴发塞内卡病毒感染的报告越来越多,巴西、中国和泰国都在各自的猪群中检测到了该病毒。就现有的塞内卡病毒感染和疾病最新资料而言,2015年可能是该病毒流行病学上的一个分水岭。该病毒的地理分布、受影响猪群所处的生产阶段、感染引发的临床症状以及疾病的严重性都可以充实上述假设。本综述将介绍当前,尤其是近2年有关塞内卡病毒感染及其所引发疾病的知识,并将探讨塞内卡病毒的流行病学、致病力、宿主免疫反应、诊断方法以及预防和控制措施。展望部分则集中于人们对塞内卡病毒完整进化的流行病学和致病性数据的需求以及对其感染进行快速诊断的可能性。其在养猪业中固有的健康风险不容忽视。
徐帅飞[7]（2018）在《SVA分子鉴别诊断方法和VP1蛋白原核表达及应用研究》文中研究指明塞尼卡病毒A（Senecavirus A,SVA）是小核糖核酸病毒科（Picornaviridae）Senecavirus病毒属的唯一代表。自2007年在加拿大被首次报道以来,在世界范围内相继出现。2015年在我国广东省首次发现SVA感染病例,其临床症状与口蹄疫极为相似,以发热、跛行、蹄冠及鼻镜出现水疱等为主要特征。目前市场上还没出现商品化的疫苗及诊断试剂盒,故建立一种快速准确的鉴别诊断方法对该病的防控至关重要。本试验建立了一种鉴别塞尼卡病毒A与口蹄疫病毒的双重RT-PCR方法和SVA间接ELISA方法。本试验根据SVA与FMDV保守序列设计了两对特异性引物,建立了一种检测SVA与FMDV的双重RT-PCR方法。通过对反应条件和反应体系的优化,确定了最佳退火温度为56.1°C,最佳引物浓度均为0.2μM,最佳10×PCR缓冲液使用浓度为1 mM,最佳Taq DNA聚合酶使用终浓度为2.5 U。进一步对该检测体系的特异性和敏感性进行分析,结果显示该方法对PEDV、SVDV、VSV、PRRSV、PCV、CSFV均无阳性扩增,对SVA和FMDV最低检测量分别为1.40×102拷贝/μL、1.10×102拷贝/μL,表明该方法具有良好的特异性和敏感性。利用本试验建立的检测方法对110份临床样品进行检测,结果表明SVA的阳性检出率为16.3%,FMDV的阳性检出率为1.8%,混合感染率为1.8%。同时将上述110份临床样品进行常规单重RT-PCR检测,其结果与双重RT-PCR检测结果一致。本试验成功的建立了一种检测SVA与FMDV的双重RT-PCR方法,为水疱性病原的临床诊断提供了一个很好的方法,同时为诊断试剂盒的研发打下基础。根据本实验室分离鉴定的SVA HN16株（GenBank登录号:MF893200）VP1基因序列设计一对特异性引物,同时在上游引物加入BamH I酶切位点,下游引物加入Xho I酶切位点。从阳性病料中扩增出VP1基因,测序成功后将正确的目的基因连接到pET-32a表达载体上,成功构建重组表达载体pET-32a-VP1并进行诱导表达,经SDS-PAGE电泳初步鉴定重组融合蛋白大小为52 kD,主要以包涵体的形式存在。进一步对IPTG浓度和诱导时间进行筛选,确定最佳IPTG浓度为1 mM,最佳诱导时间为6 h。用上述确定的最佳诱导条件对重组蛋白进行大量制备,对纯化复性后的重组蛋白进行Western blot实验。结果表明,表达的目的蛋白能够与SVA阳性血清发生特异性反应,可用于间接ELISA方法的建立。将上述纯化复性后的重组蛋白作为间接ELISA的包被抗原,并对其条件进行优化,确立了最佳抗原包被浓度为5.5μg/mL,最佳封闭液为3%BSA,最佳封闭时间为37°C 2 h,最佳血清稀释比为1:100,最佳酶标二抗稀释比为1:5000,最佳底物显色作用时间为37°C 15 min。用统计学的方法确定阴阳性血清临界值为0.206,并进行特异性与重复性试验,结果表明该方法特异性、批内批间重复性均良好。本实验初步建立的SVA VP1蛋白间接ELISA方法具有可行性,为以后SVA间接ELISA诊断试剂盒的研发奠定了基础。
张永宁,吴绍强,林祥梅[8]（2017）在《塞内卡病毒病研究进展》文中研究表明塞内卡病毒病是由微RNA病毒科的A型塞内卡病毒（Senecavirus A,SVA）引起的动物传染病,主要感染猪,不同年龄阶段的猪均易感,但不同毒株的致病力明显不同,引起的临床症状也不尽相同。早期的分离株多导致亚临床感染,近年来的分离株通常引起口蹄疫样的临床症状,病猪口鼻部、蹄部出现水疱、溃疡,新生仔猪死亡率显着增加。目前,该病主要流行于加拿大、巴西和美国等国家;2015年以来,我国广东和湖北两省某些猪场相继发生SVA疫情。为提高人们对该病的认识和重视,及早做好相关防控预案和检测技术储备,笔者从病原学、流行病学、临床症状与病理变化、检疫与诊断、防控措施等方面对取得的最新研究进展进行概述。
韩岩岩,宋德光[9]（2014）在《VSV糖蛋白酵母双杂交诱饵载体的构建及其自激活作用的检测》文中进行了进一步梳理构建水泡性口炎病毒糖蛋白（VSV-G）酵母双杂交诱饵载体,检测其在酵母细胞中的表达和自激活作用,为进一步研究酵母双杂交系统筛选与VSV-G相互作用蛋白奠定基础。通过RT-PCR方法从水泡性口炎病毒（VSV）克隆糖蛋白（G）基因,BamH I和Sal I双酶切后连接诱饵载体pSos,获得诱饵质粒pSos-VSV-G,经测序鉴定后pSos-VSV-G转化到酵母菌株cdcH25（α）,在营养缺陷培养基中观察pSos-VSV-G的自激活作用和毒性作用,同时利用蛋白印迹法分析诱饵蛋白的表达。成功扩增VSV-G基因,并准确克隆入pSos中,诱饵载体pSos-VSV-G成功转化到酵母菌株cdcH25（α）中,经表型筛选检测无自激活作用和毒性作用,蛋白印迹法检测证实pSos-VSV-G在酵母细胞中表达诱饵蛋白。可以利用酵母双杂交系统筛选与VSV-G相互作的蛋白质。
韩岩岩[10]（2009）在《VSV糖蛋白酵母双杂交诱饵载体的构建和初步鉴定》文中指出水泡性口炎病毒（Vesicular stomatitis virus,VSV）属弹状病毒科水泡病毒属,为单股负链RNA病毒,具有囊膜,是引起人和多种哺乳动物水泡性口炎（Vesicular stomatitis,VS）的重要病原。VSV感染人或动物后主要以口腔粘膜、舌、唇、乳头和蹄冠部上皮等部位出现水泡为特征,其临床症状与口蹄疫（FMD）、猪水泡病（SVD）等极为相似,因此在兽医临床上容易引起误诊。VSV可感染多种细胞系,并引起明显的细胞病变。目前认为VSV感染宿主细胞首先是病毒吸附蛋白（VAP）与敏感细胞表面的特异性受体相结合,二者相互作用介导病毒内化并促进病毒感染。因此,深入探讨VSV感染发病的分子机制,明确其细胞表面受体性质,对水泡性口炎的预防和治疗有着十分重要的意义。研究资料提示,VSV的病毒吸附蛋白主要存在于病毒囊膜糖蛋白中,可介导病毒与宿主细胞膜受体产生特异性结合反应。本研究通过扩增VSV-G蛋白基因,构建酵母双杂交诱饵质粒pSos-VSV-G1243,测序结果表明插入的诱饵序列正确;将诱饵质粒单独转化cdc25H酵母感受态,酵母生长良好,表明该诱饵对酵母菌株无毒性作用;挑取转化有诱饵质粒的酵母菌落摇菌提取全蛋白,进行SDS-PAGE、Western blot印迹分析,结果证明该诱饵质粒能够在酵母细胞中表达融合蛋白;通过将诱饵质粒和对照质粒做酵母共转化实验,同时设对照组,结果表明该诱饵质粒无自激活作用;上述实验结果表明该诱饵质粒可以应用于SOS恢复系统（SRS）,为下一步筛选能够与水泡性口炎病毒糖蛋白发生特异性结合的可能受体奠定基础。
二、牛暴发水疱性口炎（论文开题报告）
（1）论文研究背景及目的
此处内容要求：
首先简单简介论文所研究问题的基本概念和背景，再而简单明了地指出论文所要研究解决的具体问题，并提出你的论文准备的观点或解决方法。
写法范例：
本文主要提出一款精简64位RISC处理器存储管理单元结构并详细分析其设计过程。在该MMU结构中,TLB采用叁个分离的TLB,TLB采用基于内容查找的相联存储器并行查找,支持粗粒度为64KB和细粒度为4KB两种页面大小,采用多级分层页表结构映射地址空间,并详细论述了四级页表转换过程,TLB结构组织等。该MMU结构将作为该处理器存储系统实现的一个重要组成部分。
（2）本文研究方法
调查法：该方法是有目的、有系统的搜集有关研究对象的具体信息。
观察法：用自己的感官和辅助工具直接观察研究对象从而得到有关信息。
实验法：通过主支变革、控制研究对象来发现与确认事物间的因果关系。
文献研究法：通过调查文献来获得资料，从而全面的、正确的了解掌握研究方法。
实证研究法：依据现有的科学理论和实践的需要提出设计。
定性分析法：对研究对象进行“质”的方面的研究，这个方法需要计算的数据较少。
定量分析法：通过具体的数字，使人们对研究对象的认识进一步精确化。
跨学科研究法：运用多学科的理论、方法和成果从整体上对某一课题进行研究。
功能分析法：这是社会科学用来分析社会现象的一种方法，从某一功能出发研究多个方面的影响。
模拟法：通过创设一个与原型相似的模型来间接研究原型某种特性的一种形容方法。
三、牛暴发水疱性口炎（论文提纲范文）
（1）宿主因子IFI44和IFI35对水疱性口炎病毒复制的影响（论文提纲范文）
| 中文摘要 |
| abstract |
| 第一篇 文献综述 |
| 第1章 水疱性口炎病毒概述 |
| 1.1 VSV的分子特征 |
| 1.2 VSV的主要研究领域 |
| 第2章 干扰素诱导蛋白44和35 的研究概述 |
| 2.1 干扰素诱导蛋白44和35 的结构与功能 |
| 2.2 干扰素诱导蛋白44和35 的研究现状 |
| 第二篇 研究内容 |
| 第1章 小鼠巨噬细胞中宿主因子IFI44和IFI35对VSV复制的影响 |
| 1.1 实验材料 |
| 1.2 实验方法 |
| 1.3 实验结果 |
| 1.4 讨论 |
| 1.5 小结 |
| 第2章 肿瘤细胞中宿主因子IFI44对VSV复制的影响 |
| 2.1 实验材料 |
| 2.2 实验方法 |
| 2.3 实验结果 |
| 2.4 讨论 |
| 2.5 小结 |
| 结论 |
| 参考文献 |
| 导师介绍 |
| 作者简介及在学期间所取得的科研成果 |
| 致谢 |
（2）牛水疱性口炎的防控（论文提纲范文）
| 1 病原简介 |
| 2 流行特点 |
| 3 临床表现 |
| 4 和口蹄疫的区别 |
| 5 防控 |
| 5.1 加强牛场管理 |
| 5.2 科学对牛场进行消毒 |
| 6 讨论 |
（3）A型塞内卡病毒的分离鉴定及其感染性克隆的构建（论文提纲范文）
| 摘要 |
| Abstract |
| 缩略词表 |
| 文献综述 |
| 1 SVA概述 |
| 1.1 SVA的发现及命名 |
| 1.2 形态结构 |
| 1.3 基因组结构及主要功能 |
| 2 A型塞内卡病毒的流行病学 |
| 2.1 流行特点 |
| 2.2 国外流行情况 |
| 2.3 国内流行情况 |
| 3 A型塞内卡病毒的诊断 |
| 3.1 病原学诊断 |
| 3.2 血清学诊断 |
| 4 预防与控制A型塞内卡病 |
| 4.1 提高生物安全水平 |
| 4.2 全面加强排查检测 |
| 4.3 严格做好疫情处置工作 |
| 4.4 加快商品化疫苗研发 |
| 5 RNA病毒的反向遗传学系统 |
| 5.1 RNA病毒的反向遗传学的概述 |
| 5.2 A型塞内卡病毒的反向遗传学 |
| 5.3 A型塞内卡病毒的反向遗传学操作 |
| 5.4 SVA感染性克隆的应用 |
| 6 本研究的目的与意义 |
| 研究内容 |
| 第一章 A型塞内卡病毒的分离鉴定及序列测定 |
| 1 材料与方法 |
| 1.1 病料来源 |
| 1.2 细胞 |
| 1.3 质粒与菌株 |
| 1.4 酶类和主要试剂 |
| 1.5 主要溶液及其相关试剂的配置 |
| 1.6 主要设备和仪器 |
| 1.7 病料采集、处理及检测 |
| 1.8 病毒的分离及鉴定 |
| 1.9 全基因组序列测定及分析 |
| 2 结果 |
| 2.1 样品的病原检测 |
| 2.2 病毒的分离 |
| 2.3 病毒的空斑纯化 |
| 2.4 病毒效价的测定 |
| 2.5 病毒的鉴定 |
| 2.6 病毒空斑实验 |
| 2.7 病毒的生长曲线测定 |
| 2.8 全基因组序列测定及分析 |
| 3 讨论 |
| 4 小结 |
| 第二章 GD05/2017株全长感染性克隆的构建及病毒拯救 |
| 1 材料与方法 |
| 1.1 细胞系与毒株 |
| 1.2 质粒与菌株 |
| 1.3 主要试剂 |
| 1.4 主要溶液及其相关试剂的配置 |
| 1.5 主要设备和仪器 |
| 1.6 引物设计 |
| 1.7 病毒RNA的提取及cDNA的合成 |
| 1.8 GD05/2017株基因组全序列的扩增 |
| 1.9 GD05/2017株全长感染性克隆的构建 |
| 1.10 GD05/2017株重组质粒转染及病毒拯救 |
| 1.11 拯救病毒的效价的测定 |
| 1.12 间接免疫荧光鉴定拯救病毒 |
| 1.13 Western blot鉴定拯救病毒 |
| 1.14 空斑表型及生长曲线 |
| 2 结果 |
| 2.1 SVAGD05/2017株全基因组片段及HDV元件的扩增 |
| 2.2 全长感染性克隆的构建 |
| 2.3 病毒拯救 |
| 2.4 拯救病毒效价的测定 |
| 2.5 间接免疫荧光鉴定拯救病毒 |
| 2.6 Western blot鉴定拯救病毒 |
| 2.7 空斑试验 |
| 2.8 拯救病毒的生长动力学曲线 |
| 3 讨论 |
| 4 小结 |
| 第三章 构建表达报告基因的重组SVA |
| 1 材料与方法 |
| 1.1 细胞系与毒株 |
| 1.2 质粒与菌株 |
| 1.3 主要试剂 |
| 1.4 主要溶液及其相关试剂的配置 |
| 1.5 主要设备和仪器 |
| 1.6 引物设计 |
| 1.7 表达iLOV基因的SVA全长感染性克隆质粒的构建 |
| 1.8 表达Nluc基因的SVA全长感染性克隆质粒的构建 |
| 1.9 表达RFP基因的SVA全长感染性克隆质粒的构建 |
| 1.10 SVA报告病毒的拯救 |
| 1.11 SVA报告病毒效价的的测定 |
| 1.12 SVA报告病毒的鉴定 |
| 1.13 SVA报告病毒的生长曲线测定 |
| 1.14 SVA报告病毒的应用 |
| 2 结果 |
| 2.1 表达iLOV基因的SVA全长感染性克隆质粒的构建 |
| 2.2 表达Nluc基因的SVA全长感染性克隆质粒的构建 |
| 2.3 表达RFP基因的SVA全长感染性克隆质粒的构建 |
| 2.4 SVA报告病毒的拯救 |
| 2.5 SVA报告病毒效价的测定 |
| 2.6 RT-PCR分析SVA报告病毒在ST-R细胞上的遗传稳定性 |
| 2.7 间接免疫荧光鉴定SVA报告病毒外源基因的表达 |
| 2.8 Western Blot鉴定SVA报告病毒外源基因的表达 |
| 2.9 SVA报告病毒的应用 |
| 3 讨论 |
| 4 小结 |
| 全文结论 |
| 参考文献 |
| 攻读学位期间取得的研究成果 |
| 致谢 |
（4）多种猪源性外来病液相芯片检测方法的建立（论文提纲范文）
| 摘要 |
| Abstract |
| 1 引言 |
| 1.1 五种猪病及病毒概况 |
| 1.1.1 非洲猪瘟 |
| 1.1.2 尼帕病毒病 |
| 1.1.3 水疱性口炎 |
| 1.1.4 塞尼卡谷病毒病 |
| 1.1.5 口蹄疫 |
| 1.2 液相芯片 |
| 1.2.1 液相芯片原理 |
| 1.2.2 液相芯片技术的特点 |
| 1.3 液相芯片技术的应用 |
| 1.3.1 猪病方面应用 |
| 1.3.2 禽病方面应用 |
| 1.3.3 反刍动物疫病方面 |
| 1.3.4 实验动物疫病方面 |
| 1.3.5 人兽共患病方面 |
| 1.4 研究目的与意义 |
| 2 多种猪源性外来病病毒单一PCR检测方法的初步建立 |
| 2.1 实验材料及设备 |
| 2.1.1 实验材料 |
| 2.1.2 实验仪器设备 |
| 2.1.3 病毒和毒株 |
| 2.1.4 培养基及相关的制备 |
| 2.1.5 引物的设计、合成与筛选 |
| 2.1.6 疫苗核酸的提取及反转录 |
| 2.2 方法 |
| 2.2.1 构建质粒 |
| 2.2.1.1 重组质粒的转化 |
| 2.2.1.2 重组质粒的提取 |
| 2.2.1.3 重组质粒浓度的测定及拷贝数换算 |
| 2.2.2 引物的筛选及单重PCR体系的建立 |
| 2.2.3 单重PCR反应敏感性实验 |
| 2.2.4 单重PCR反应特异性实验 |
| 2.3 结果 |
| 2.3.1 拷贝数计算 |
| 2.3.2 引物的初步筛选 |
| 2.3.3 单重PCR反应灵敏性结果 |
| 2.3.4 单重PCR反应特异性结果 |
| 2.4 小结与讨论 |
| 3 多种猪源性外来病病毒多重PCR检测方法的建立 |
| 3.1 多重PCR检测体系的建立 |
| 3.1.1 多重PCR退火温度的优化 |
| 3.1.2 多重PCR方法敏感性实验 |
| 3.1.3 多重PCR方法特异性实验 |
| 3.1.4 多重PCR方法重复性实验 |
| 3.2 结果 |
| 3.2.1 多重PCR退火温度的优化 |
| 3.2.2 多重PCR方法的灵敏性实验结果 |
| 3.2.3 多重PCR方法的特异性实验结果 |
| 3.2.4 多重PCR方法的稳定性实验结果 |
| 3.3 小结与讨论 |
| 4 多种猪源性外来病液相芯片检测方法的建立 |
| 4.1 实验材料及设备 |
| 4.1.1 实验材料 |
| 4.1.2 实验仪器及设备 |
| 4.1.3 病毒与毒株 |
| 4.1.4 TAG的选择与修饰引物合成 |
| 4.2 方法 |
| 4.2.1 微球杂交缓冲液的制备及体系建立 |
| 4.2.1.1 微球工作液的制备 |
| 4.2.1.2 SAPE报告液的制备 |
| 4.2.1.3 微球杂交体系的建立 |
| 4.2.2 Luminex 200~(TM)液相芯片检测平台初始化 |
| 4.2.3 PCR产物与微球杂交 |
| 4.2.4 液相芯片杂交结果的判定 |
| 4.2.5 液相芯片杂交条件的优化 |
| 4.2.5.1 液相芯片杂交时间的优化 |
| 4.2.5.2 液相芯片杂交温度的优化 |
| 4.2.6 液相芯片检测方法敏感性实验 |
| 4.2.7 液相芯片检测方法特异性实验 |
| 4.2.8 液相芯片检测方法稳定性实验 |
| 4.2.9 临床样品检测 |
| 4.3 结果 |
| 4.3.1 液相芯片杂交时间优化实验结果 |
| 4.3.2 液相芯片杂交温度优化实验结果 |
| 4.3.3 液相芯片敏感性实验结果 |
| 4.3.4 液相芯片特异性实验结果 |
| 4.3.5 液相芯片稳定性实验结果 |
| 4.3.6 临床样品检测 |
| 4.4 小结与讨论 |
| 5 结论 |
| 致谢 |
| 参考文献 |
| 作者简介 |
（6）猪塞内卡病毒感染的最新研究进展（论文提纲范文）
| 1 历史、分类和分子特征 |
| 2 截至2014年猪塞内卡病毒的感染情况 |
（7）SVA分子鉴别诊断方法和VP1蛋白原核表达及应用研究（论文提纲范文）
| 摘要 |
| abstract |
| 第一章 前言 |
| 1.1 概况 |
| 1.2 病原学 |
| 1.2.1 病毒分类地位 |
| 1.2.2 病毒形态特征 |
| 1.3 病毒基因组结构与特征 |
| 1.3.1 5’UTR和3’UTR结构和功能 |
| 1.3.2 L蛋白 |
| 1.3.3 结构蛋白 |
| 1.3.4 非结构蛋白 |
| 1.4 临床症状与病理学特点 |
| 1.5 SVA的发现与流行现状 |
| 1.6 SVA诊断方法的研究进展 |
| 1.6.1 病毒分离鉴定 |
| 1.6.2 逆转录-聚合酶链式反应 |
| 1.6.3 荧光定量PCR |
| 1.6.4 新型RNA原位杂交技术 |
| 1.6.5 酶联免疫吸附试验 |
| 1.7 本研究的目的和意义 |
| 第二章 SVA与FMDV双重RT-PCR检测方法的建立 |
| 2.1 引言 |
| 2.2 材料与方法 |
| 2.2.1 病毒与菌株 |
| 2.2.2 主要试剂 |
| 2.2.3 主要仪器 |
| 2.2.4 主要试剂配制 |
| 2.2.5 引物的合成 |
| 2.2.6 样品模板的制备 |
| 2.2.7 常规RT-PCR方法初步建立和反应条件的优化 |
| 2.2.8 双重RT-PCR方法初步建立和反应条件的优化 |
| 2.2.9 双重RT-PCR特异性试验 |
| 2.2.10 双重RT-PCR敏感性试验 |
| 2.2.11 双重RT-PCR重复性试验 |
| 2.3 双重RT-PCR临床检测与常规RT-PCR的比较 |
| 2.4 结果 |
| 2.4.1 常规RT-PCR反应条件的确定 |
| 2.4.2 常规RT-PCR敏感性试验结果 |
| 2.4.3 双重RT-PCR反应条件的确定 |
| 2.4.4 双重RT-PCR特异性试验结果 |
| 2.4.5 双重RT-PCR敏感性试验结果 |
| 2.4.6 双重RT-PCR重复性试验结果 |
| 2.5 双重RT-PCR临床检测和常规RT-PCR的比较结果 |
| 2.6 讨论 |
| 第三章 SVAVP1蛋白原核表达 |
| 3.1 引言 |
| 3.2 材料 |
| 3.2.1 毒株、菌株、质粒 |
| 3.2.2 主要试剂 |
| 3.2.3 主要仪器 |
| 3.2.4 主要试剂配制 |
| 3.3 方法 |
| 3.3.1 SVAVP1基因的克隆 |
| 3.3.2 表达载体pET-32a-VP1的构建 |
| 3.3.3 重组蛋白的诱导表达及检测 |
| 3.3.4 重组蛋白诱导表达条件的优化 |
| 3.3.5 重组蛋白表达形式的鉴定 |
| 3.3.6 重组蛋白的纯化及复性 |
| 3.3.7 阳性血清的制备 |
| 3.3.8 重组蛋白的Western blot检测 |
| 3.3.9 重组蛋白浓度的测定 |
| 3.4 结果 |
| 3.4.1 目的基因的扩增 |
| 3.4.2 重组表达载体菌落PCR鉴定及双酶切鉴定 |
| 3.4.3 基因序列测序及分析 |
| 3.4.4 重组蛋白的SDS-PAGE鉴定 |
| 3.4.5 最佳重组蛋白诱导条件的确定 |
| 3.4.6 重组蛋白的表达形式 |
| 3.4.7 最佳咪唑洗脱浓度的确定 |
| 3.4.8 阳性血清的鉴定 |
| 3.4.9 重组蛋白的Westernblot鉴定 |
| 3.4.10 重组蛋白浓度的测定结果 |
| 3.5 讨论 |
| 第四章 SVA间接ELISA方法的建立及应用 |
| 4.1 引言 |
| 4.2 材料 |
| 4.2.1 抗原的制备与血清 |
| 4.2.2 主要试剂配制 |
| 4.2.3 主要仪器设备 |
| 4.3 方法 |
| 4.3.1 ELISA方法的操作步骤 |
| 4.3.2 最佳抗原包被浓度和一抗稀释度的筛选 |
| 4.3.3 最佳包被条件的筛选 |
| 4.3.4 最佳封闭液的筛选 |
| 4.3.5 最佳封闭时间的筛选 |
| 4.3.6 最佳血清稀释液的筛选 |
| 4.3.7 最佳血清孵育时间的筛选 |
| 4.3.8 最佳酶标二抗工作浓度的筛选 |
| 4.3.9 最佳酶标二抗作用时间的筛选 |
| 4.3.10 最佳底物显色作用时间的筛选 |
| 4.3.11 间接ELISA血清临界值的筛选 |
| 4.3.12 特异性试验 |
| 4.3.13 重复性试验 |
| 4.4 结果 |
| 4.4.1 最佳抗原包被浓度和一抗稀释度的确定 |
| 4.4.2 最佳包被条件的确定 |
| 4.4.3 最佳封闭液的确定 |
| 4.4.4 最佳封闭时间的确定 |
| 4.4.5 最佳血清稀释液的确定 |
| 4.4.6 最佳血清孵育时间的确定 |
| 4.4.7 最佳酶标二抗工作浓度的确定 |
| 4.4.8 最佳酶标二抗孵育时间的确定 |
| 4.4.9 最佳底物显色作用时间的确定 |
| 4.4.10 间接ELISA血清临界值确定 |
| 4.4.11 特异性试验结果 |
| 4.4.12 重复性试验结果 |
| 4.5 讨论 |
| 全文总结 |
| 致谢 |
| 参考文献 |
| 附录A 目的基因序列 |
| 附录B 原核表达载体pET-32a(+)图谱 |
| 附录C SVAVP1基因序列 |
（8）塞内卡病毒病研究进展（论文提纲范文）
| 1 病原学 |
| 1.1 分类 |
| 1.2 形态与结构 |
| 1.3 抗原性 |
| 1.4 培养特性 |
| 1.5 理化特性 |
| 2 流行病学 |
| 2.1 传染源 |
| 2.2 传播途径 |
| 2.3 易感动物 |
| 2.4 流行特征 |
| 2.5 发生与分布 |
| 3 临床症状与病理变化 |
| 4 检疫与诊断 |
| 4.1 检疫 |
| 4.2 诊断 |
| 4.2.1 临床诊断 |
| 4.2.2 鉴别诊断 |
| 4.2.3 实验室诊断 |
| 4.2.3. 1 病原学诊断:包括病毒分离鉴定、荧光定量RT-PCR和免疫组化等。 |
| 4.2.3. 2 血清学诊断:包括ELISA、间接免疫荧光试验和病毒中和试验等。 |
| 5 防控措施 |
| 5.1 加强检疫工作 |
| 5.2 做好疫情处置工作 |
| 5.3 开展疫情监测和检测技术储备工作 |
（9）VSV糖蛋白酵母双杂交诱饵载体的构建及其自激活作用的检测（论文提纲范文）
| 1 材料与方法 |
| 1.1 材料 |
| 1.1.1病毒和质粒 |
| 1.1.2试剂和主要仪器 |
| 1.2 方法 |
| 1.2.1 VSV-G基因的克隆 |
| 1.2.2重组质粒pMD18T-VSV-G的构建及鉴定 |
| 1.2.3诱饵重组质粒的构建及鉴定 |
| 1.2.4诱饵载体的毒性检测 |
| 1.2.5诱饵载体的自激活检测和载体定位检测 |
| 1.2.6 诱饵融合蛋白Western blot分析 |
| 1.2.6.1酵母菌表达融合蛋白的提取 |
| 1.2.6.2蛋白印迹检测 |
| 2 结果 |
| 2.1 VSV-G基因的克隆、载体构建及鉴定 |
| 2.1.1 VSV-G基因的克隆 |
| 2.1.2诱饵载体的构建 |
| 2.2 诱饵载体毒性、自激活作用检测及融合蛋白表达 |
| 2.2.1 pSos-VSV-G对酵母菌的毒性检验 |
| 2.2.2诱饵重组质粒的自激活检测和载体定位情况检验结果 |
| 2.2.3诱饵重组质粒融合蛋白表达结果 |
| 3 讨论 |
| 4 结论 |
（10）VSV糖蛋白酵母双杂交诱饵载体的构建和初步鉴定（论文提纲范文）
| 内容提要 |
| 英文缩略词表 |
| 前言 |
| 第一篇 文献综述 |
| 第1章 酵母双杂交系统的研究进展 |
| 1.1 酵母双杂交系统的原理 |
| 1.2 酵母双杂交系统的发展 |
| 1.3 酵母双杂交系统应用 |
| 1.4 结语 |
| 第2章 水泡性口炎病毒的研究进展 |
| 2.1 VSV的形态和结构 |
| 2.2 VSV的血清型 |
| 2.3 VSV基因组成、结构蛋白及其功能 |
| 2.4 VSV血凝特性 |
| 2.5 VSV的分子致病机制 |
| 2.6 VSV受体的研究 |
| 2.7 结语 |
| 第二篇 实验研究 |
| 第1章 水泡性口炎病毒糖蛋白诱饵载体的构建 |
| 1.1 材料与方法 |
| 1.2 结果 |
| 1.3 讨论 |
| 1.4 小结 |
| 第2章 水泡性口炎病毒糖蛋白诱饵载体在酵母双杂交系统中的可行性检测 |
| 2.1 材料与方法 |
| 2.2 结果 |
| 2.3 讨论 |
| 2.4 小结 |
| 结论 |
| 参考文献 |
| 致谢 |
| 中文摘要 |
| Abstract |
| 导师简介 |
| 作者简介 |
四、牛暴发水疱性口炎（论文参考文献）
- [1]宿主因子IFI44和IFI35对水疱性口炎病毒复制的影响[D]. 陈爽. 吉林大学, 2021(01)
- [2]牛水疱性口炎的防控[J]. 黄元伟. 中国畜禽种业, 2020(10)
- [3]A型塞内卡病毒的分离鉴定及其感染性克隆的构建[D]. 王敏敏. 扬州大学, 2020(01)
- [4]多种猪源性外来病液相芯片检测方法的建立[D]. 王莹. 内蒙古农业大学, 2020(02)
- [5]掌握塞内卡病毒A的流行病学[J]. 孟霞,Guilherme Preis. 国外畜牧学(猪与禽), 2019(12)
- [6]猪塞内卡病毒感染的最新研究进展[J]. 唐彩琰,张配配,Raquel A.Leme,Alice F.Alfieri,Amauri A.Alfieri. 国外畜牧学(猪与禽), 2019(02)
- [7]SVA分子鉴别诊断方法和VP1蛋白原核表达及应用研究[D]. 徐帅飞. 华南农业大学, 2018(08)
- [8]塞内卡病毒病研究进展[J]. 张永宁,吴绍强,林祥梅. 畜牧兽医学报, 2017(08)
- [9]VSV糖蛋白酵母双杂交诱饵载体的构建及其自激活作用的检测[J]. 韩岩岩,宋德光. 生物技术通报, 2014(04)
- [10]VSV糖蛋白酵母双杂交诱饵载体的构建和初步鉴定[D]. 韩岩岩. 吉林大学, 2009(08)